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Das serotonerge System besitzt sowohl bei Invertebraten als auch bei Vertebraten eine große Bedeutung für die Kontrolle und Modulation vieler physiologischer Prozesse und Verhaltensleistungen. Bei der Honigbiene Apis mellifera spielt Serotonin (5-Hydroxytryptamin, 5-HT) eine wichtige Rolle bei der Arbeitsteilung und dem Lernen. Die 5-HT-Rezeptoren, die überwiegend zur Familie der G-Protein gekoppelten Rezeptoren (GPCRs) gehören, besitzen eine Schlüsselstellung für das Verständnis der molekularen Mechanismen der serotonergen Signalweiterleitung. Ziel dieser Arbeit war es, 5-HT-Rezeptoren der Honigbiene zu charakterisieren. Dazu zählt die Identifizierung der molekularen Struktur, die Ermittlung der intrazellulären Signalwege, die Erstellung von pharmakologischen Profilen, die Ermittlung der Expressionsmuster und die Ermittlung der physiologischen Funktionen der Rezeptoren. Mit Hilfe der Informationen aus dem Honey Bee Genome Project, konnten drei RezeptorcDNAs kloniert werden. Vergleiche der abgeleiteten Aminosäuresequenzen mit den Aminosäuresequenzen bereits charakterisierter Rezeptoren legten nahe, dass es sich dabei um einen 5-HT1- (Am5-HT1) und zwei 5-HT2-Rezeptoren (Am5-HT2α und Am5-HT2β) handelt. Die strukturelle Analyse der abgeleiteten Aminosäuresequenz dieser Rezeptoren postuliert das Vorhandensein der charakteristischen heptahelikalen Architektur von GPCRs und zeigt starkkonservierte Motive, die bedeutend für die Ligandenbindung, die Rezeptoraktivierung und die Kopplung an G-Proteine sind. Für die beiden 5 HT2-Rezeptoren konnte zudem alternatives Spleißen nachgewiesen werden. Mit den cDNAs des Am5-HT1- und des Am5-HT2α-Rezeptors wurden HEK293-Zellen stabil transfiziert und anschließend die Rezeptoren funktionell und pharmakologisch analysiert. Am5-HT1 hemmt bei Aktivierung abhängig von der 5-HT-Konzentration die cAMPProduktion.Die Substanzen 5-Methoxytryptamin (5-MT) und 5-Carboxamidotryptamin konnten als Agonisten identifiziert werden. Methiothepin dagegen blockiert die 5-HTWirkung vollständig. Prazosin und WAY100635 stellen partielle Antagonisten des Am5-HT1-Rezeptors dar. Der Am5-HT2_-Rezeptor stimuliert bei Aktivierung die Synthese des sekundären Botenstoffs Inositoltrisphosphat, was wiederum zu einer messbaren Erhöhung der intrazellulären Ca2+-Konzentration führt. 5-MT und 8-OH-DPAT zeigen eine deutliche agonistische Wirkung auf Am5-HT2α. Dagegen besitzen Clozapin, Methiothepin, Mianserin und Cyproheptadin die Fähigkeit, die 5-HT-Wirkung um 51-64 % zu vermindern. Die bereits erwähnte alternative Spleißvariante von Am5-HT2α wurde ebenfalls in HEK293-Zellen exprimiert und analysiert, scheint jedoch eigenständig nicht funktionell zu sein. Gegen die dritte cytoplasmatische Schleife (CPL3) wurde ein polyklonales Antiserum generiert. Dieses erkennt in Western-Blot-Analysen ein Protein mit einer Masse von ca. 50 kDa. Durch immunhistochemische Analysen am Bienengehirn wurde die Verteilung des Rezeptors genauer untersucht. Dabei zeigten die optischen Neuropile, besonders die Lamina und die Ocellarnerven, stets eine starke Markierung. Außerdem wird der Rezeptor in den α- und β-Loben sowie der Lippe, dem Basalring und dem Pedunculus der Pilzkörper exprimiert. Doppelmarkierungen zeigen stets eine enge Nachbarschaft von serotonergen Fasern und dem Am5-HT1-Rezeptor. Weiterhin konnte gezeigt werden, dass der Am5-HT1-Rezeptor sehr wahrscheinlich an der Regulation des phototaktischen Verhalten der Honigbiene beteiligt ist. Verfütterung von 5-HT hat eine deutlich negative Wirkung auf das phototaktischen Verhalten. Diese kann durch den Am5-HT1-Rezeptor-Agonisten 5-CT imitiert werden. Schließlich konnte gezeigt werden, dass der Am5-HT1-Antagonist Prazosin die 5-HT-Wirkung deutlich vermindern kann.
Untersuchung des Recyclings Kaede-fusionierter Corticotropin-Releasing-Factor Rezeptoren Typ 1
(2009)
Aktivierte G-Protein-gekoppelte Rezeptoren (GPCR) werden schnell desensitisiert, internalisiert und anschließend entweder lysosomal degradiert oder zur Plasmamembran (PM) recycelt. Zur Resensitisierung der Zellen tragen neben recycelten auch neusynthetisierte Rezeptoren bei. Die Überlagerung beider Prozesse erschwert die Untersuchung des Rezeptorrecyclings. In dieser Arbeit sollte mit Hilfe des photokonvertierbaren Fluoreszenzproteins Kaede eine Technik entwickelt werden, mit der es möglich ist Recycling- von Neusyntheseprozessen zu trennen und das Recycling von GPCR mikroskopisch in Echtzeit zu beobachten. Als Modellproteine wurden der Vasopressin-1a-Rezeptor V1aR (recycelnder Rezeptor), der Vasopressin-2-Rezeptor V2R (degradierter Rezeptor) und der Corticotropin-Releasing Factor-Rezeptor Typ 1 (CRF1R) verwendet, wobei bei Letzterem untersucht werden sollte, ob er nach Stimulation zur PM zurücktransportiert wird. Da Kaede als fluoreszierendes Protein mit den GPCR fusioniert wird, wurde zunächst überprüft, ob es die Eigenschaften der Rezeptoren verändert und generell für Transportstudien geeignet ist. Eventuell könnte die bereits publizierte Tetramerisierung von Kaede seine Anwendung verhindern oder erschweren. Mittels Fluoreszenz-Korrelationsspektroskopie konnte gezeigt werden, dass Kaede nicht tetramerisiert, wenn es an ein Membranprotein fusioniert ist. Außerdem konnte in in vitro- und Zellkulturexperimenten belegt werden, dass die native und die photokonvertierte Form von Kaede gleichermaßen stabil sind. Darüber hinaus zeigten Kaede-fusionierte GPCR sowohl in Kolokalisationsstudien als auch in Agonistbindungs- und Rezeptoraktivierungsexperimenten die gleichen Eigenschaften wie CFP- bzw. die unfusionierte Rezeptoren. Lediglich die Expression der Kaede-fusionierten Rezeptoren war geringer. Parallel wurde anhand der bereits publizierten Kaede-Struktur versucht, die Tetramerisierung des Proteins durch den Austausch interagierender Aminosäuren zu unterbinden. Die eingeführten Mutationen bewirkten aber eine Fehlfaltung des Proteins und damit den Verlust der Fluoreszenz. Da zuvor gezeigt werden konnte, dass Kaede-fusionierte Membranproteine nicht tetramerisieren und nicht die Eigenschaften der fusionierten Proteine verändern, war monomerisiertes Kaede zur Untersuchung des Rezeptorrecyclings nicht notwendig. Im zweiten Teil der Arbeit wurde mit Hilfe von Kaede-Fusionsproteinen und mikroskopischer Testsysteme das noch unbekannte Recyclingverhalten des CRF1R untersucht. Hierfür wurden die Kaede-fusionierten Rezeptoren in eukaryotischen Zellen exprimiert und mit Agonisten internalisiert. Die internalisierten Rezeptoren wurden in Endosomen selektiv mit UV-Strahlung photokonvertiert. Anschließend wurde der Transport der photokonvertierten Form verfolgt. Sowohl beim CRF1R als auch beim V1aR wurden Signale in der PM detektiert, beim V2R hingegen nicht. Dies zeigt, dass es sich beim CRF1R um einen recycelnden Rezeptor handelt. Die als Kontrolle eingesetzten Rezeptoren verhielten sich in diesem Experiment wie erwartet: Der V1aR wurde zur PM zurücktransportiert, der V2R nicht. Diese Ergebnisse konnten mit Hilfe biochemischer und durchflusscytometrischer Experimente bestätigt werden. Die Internalisierung des CRF1R verläuft Clathrin-vermittelt in Anwesenheit von β-Arrestin. Je nach Stabilität der β Arrestin-Interaktion unterscheidet man zwei Klassen von Rezeptoren: Klasse A-Rezeptoren interagieren transient mit β Arrestin und können recyceln. Im Gegensatz dazu gehen Klasse B-Rezeptoren eine stabile Interaktion mit β Arrestin ein und werden nach Internalisierung degradiert. In mikroskopischen Untersuchungen konnte für die aktivierten CRF1R und V1aR eine Rekrutierung von β Arrestin zur PM und eine transiente Interaktion mit β Arrestin gezeigt werden (Klasse A-Rezeptoren). Für den V2R wurde dagegen eine stabile Interaktion mit β Arrestin beobachtet (Klasse B-Rezeptor). Diese Daten stützen die Ergebnisse des Kaede-basierten Recyclingversuchs und zeigen, dass der CRF1R ein recycelnder Rezeptor ist. Ferner wurde untersucht, ob der CRF1R zu den schnell oder langsam recycelnden Rezeptoren zählt. Schnell recycelnde Rezeptoren werden direkt aus frühen Endosomen, langsam recycelnde hingegen über das Trans-Golgi-Netzwerk (TGN) bzw. über Recycling-Endosomen zur PM transportiert. Als Marker für das TGN oder die Recycling-Endosomen wurde Rab11 verwendet. In Kolokalisationsstudien konnte gezeigt werden, dass der CRF1R den langsam recycelnden Rezeptoren zugeordnet werden kann. Zusammenfassend konnte in dieser Arbeit belegt werden, dass Kaede als Fusionspartner für Membranproteine genutzt werden kann um deren Transport in Echtzeit zu studieren. Damit wurde erstmals eine mikroskopische Methode etabliert, die es erlaubt recycelnde von neusynthetisierten Rezeptoren zu unterscheiden. Mit Hilfe dieser Methode war es möglich zu zeigen, dass der CRF1R ein recycelnder Rezeptor ist.