TY - THES A1 - He, Hai T1 - Exploring and engineering formaldehyde assimilation N2 - Increasing concerns regarding the environmental impact of our chemical production have shifted attention towards possibilities for sustainable biotechnology. One-carbon (C1) compounds, including methane, methanol, formate and CO, are promising feedstocks for future bioindustry. CO2 is another interesting feedstock, as it can also be transformed using renewable energy to other C1 feedstocks for use. While formaldehyde is not suitable as a feedstock due to its high toxicity, it is a central intermediate in the process of C1 assimilation. This thesis explores formaldehyde metabolism and aims to engineer formaldehyde assimilation in the model organism Escherichia coli for the future C1-based bioindustry. The first chapter of the thesis aims to establish growth of E. coli on formaldehyde via the most efficient naturally occurring route, the ribulose monophosphate pathway. Linear variants of the pathway were constructed in multiple-gene knockouts strains, coupling E. coli growth to the activities of the key enzymes of the pathway. Formaldehyde-dependent growth was achieved in rationally designed strains. In the final strain, the synthetic pathway provides the cell with almost all biomass and energy requirements. In the second chapter, taking advantage of the unique feature of its reactivity, formaldehyde assimilation via condensation with glycine and pyruvate by two promiscuous aldolases was explored. Facilitated by these two reactions, the newly designed homoserine cycle is expected to support higher yields of a wide array of products than its counterparts. By dividing the pathway into segments and coupling them to the growth of dedicated strains, all pathway reactions were demonstrated to be sufficiently active. The work paves a way for future implementation of a highly efficient route for C1 feedstocks into commodity chemicals. In the third chapter, the in vivo rate of the spontaneous formaldehyde tetrahydrofolate condensation to methylene-tetrahydrofolate was assessed in order to evaluate its applicability as a biotechnological process. Tested within an E. coli strain deleted in essential genes for native methylene-tetrahydrofolate biosynthesis, the reaction was shown to support the production of this essential intermediate. However, only low growth rates were observed and only at high formaldehyde concentrations. Computational analysis dependent on in vivo evidence from this strain deduced the slow rate of this spontaneous reaction, thus ruling out its substantial contribution to growth on C1 feedstocks. The reactivity of formaldehyde makes it highly toxic. In the last chapter, the formation of thioproline, the condensation product of cysteine and formaldehyde, was confirmed to contribute this toxicity effect. Xaa-Pro aminopeptidase (PepP), which genetically links with folate metabolism, was shown to hydrolyze thioproline-containing peptides. Deleting pepP increased strain sensitivity to formaldehyde, pointing towards the toxicity of thioproline-containing peptides and the importance of their removal. The characterization in this study could be useful in handling this toxic intermediate. Overall, this thesis identified challenges related to formaldehyde metabolism and provided novel solutions towards a future bioindustry based on sustainable C1 feedstocks in which formaldehyde serves as a key intermediate. N2 - Die zunehmende Besorgnis über die Auswirkungen der chemischen Produktion auf die Umwelt hat den Fokus auf die Vorzüge der nachhaltigen Biotechnologie gelenkt. Ein-Kohlenstoff-Verbindungen (C1), wie Methan, Methanol, Formiat und CO, sind vielversprechende Ausgangsstoffe für eine künftige biobasierte Industrie. Darüber hinaus ist CO2 ein weiterer interessanter Rohstoff, da es ebenfalls mit erneuerbarer Energie in andere C1-Verbindungen umgewandelt werden kann. Formaldehyd ist zwar aufgrund seiner Toxizität und Reaktivität nicht als Kohlestoffquelle geeignet, stellt aber ein zentrales Intermediat der C1-Assimilation dar. In dieser Arbeit wurde der Formaldehyd-Stoffwechsel untersucht, um Formaldehyd-Assimilations-Wege im Modellorganismus Escherichia coli für die zukünftige C1-basierte Bioindustrie zu entwickeln. Das erste Kapitel dieser Arbeit zielt darauf ab, das Wachstum von E. coli auf Formaldehyd über den energetisch effizientesten natürlich vorkommenden Weg, den Ribulose-Monophosphat-Weg (RuMP-Weg), zu etablieren. Durch Gendeletionen wurden lineare Varianten des RuMPWeges in E. coli Stämmen konstruiert, um das Wachstum mit der Aktivität der Schlüsselenzyme der Formaldehyd-Assimiliation zu verbinden. So konnte auf Formaldehydabhängiges Wachstum in diesen Stämmen getestet werden. Im finalen Stamm wurde nahezu die gesamte Biomasse und der Energiebedarf der E. coli Zellen über den RuMP-Weg bereitgestellt. Im zweiten Kapitel wurde unter Ausnutzung der einzigartigen Reaktivität des Formaldehyds die Aktivitäten zweier promiskuitiver Aldolasen für die Kondensation von Formaldehyd mit Glycin oder Pyruvat in vivo untersucht. Diese beiden Reaktionen dienen als Schlüsselreaktionen des neu gestalteten Homoserin-Zyklus, der verglichen mit anderen bekannten Assimilierungswegen höhere Ausbeuten einer breiten Palette von Produkten ermöglichen kann. Durch die Unterteilung des Stoffwechselweges in Segmente und deren Selektion in auxotrophen E. coli Stämmen wurde gezeigt, dass alle Reaktionen des Pfades ausreichend aktiv sind. Diese Arbeit ebnet den Weg für die zukünftige Nutzung des Homoserin-Zyklus als hocheffiziente Route für die Umwandlung von C1-Rohstoffen in grundlegende Chemikalien. Im dritten Kapitel wurde die in vivo-Rate der spontanen Kondensation von Formaldehyd mit Tetrahydrofolat zu Methylen-Tetrahydrofolat untersucht, um ihr Potential als Formaldehyd Assimilierungs-Reaktion in einem biotechnologischen Prozess zu bewerten. Die Reaktion wurde in einem E. coli-Stamm getestet, in welchem essentielle Gene für die native Methylen-Tetrahydrofolat-Biosynthese entfernt wurden. Es konnte gezeigt werden, dass die spontane Reaktion die Produktion dieses wesentlichen Zwischenprodukts ermöglicht. Die erreichten Wachstumsraten waren jedoch gering und nur bei hohen Formaldehydkonzentrationen zu beobachten. Eine Computer-gestützte Analyse basierend auf in vivo-Erkenntnissen über diesen Stamm ergab eine langsame Reaktionsgeschwindigkeit dieser spontanen Reaktion und schloss somit ihren wesentlichen Beitrag zum Wachstum auf C1-Einsatzmaterial aus. Seine Reaktivität macht Formaldehyd hochtoxisch. Im letzten Kapitel wurde bestätigt, dass die Bildung von Thioprolin, dem Kondensationsprodukt von Cystein und Formaldehyd, zu dieser Toxizitätswirkung beiträgt. Es wurde gezeigt, dass die Xaa-Pro-Aminopeptidase (PepP), die genetisch mit dem Folat-Stoffwechsel verbunden ist, thioprolinhaltige Peptide hydrolysiert. Die Deletion von PepP erhöhte die Empfindlichkeit des Stammes gegenüber Formaldehyd, was auf die Toxizität der Thioprolin-haltigen Peptide und die Bedeutung ihrer Entfernung hinweist. Diese Studie kann für den Umgang mit der Toxizität von Formaldehyd nützlich sein. Insgesamt identifizierte diese Arbeit Herausforderungen im Zusammenhang mit dem Formaldehyd-Stoffwechsel und lieferte neue Lösungen für eine C1-basierte Bioindustrie, in der Formaldehyd als wichtiges Zwischenprodukt dient. T2 - Erforschung und Entwicklung der Formaldehyd-Assimilierung KW - formaldehyde assimilation KW - ribulose monophosphate pathway KW - metabolic engineering KW - serine cycle KW - auxotrophy KW - methylotrophy KW - Auxotrophie KW - Serin-Zyklus KW - Ribulose-Monophosphat-Weg KW - Methylotrophie KW - metabolisches Engineering KW - Formaldehyd-Assimilierung Y1 - 2019 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:kobv:517-opus4-473867 ER - TY - THES A1 - Calzadiaz Ramirez, Liliana T1 - Engineering highly efficient NADP-dependent formate dehydrogenases using a NADPH biosensor Escherichia coli strain N2 - NADPH is an essential cofactor that drives biosynthetic reactions in all living organisms. It is a reducing agent and thus electron donor of anabolic reactions that produce major cellular components as well as many products in biotechnology. Indeed, the engineering of metabolic pathways for the production of many products is often limited by the availability of NADPH. One common strategy to address this issue is to swap cofactor specificity from NADH to NADPH of enzymes. However, this process is time consuming and challenging because multiple parameters need to be engineered in parallel. Therefore, the first aim of this project is to establish an efficient metabolic biosensor to select enzymes that can reduce NADP+. An NADPH auxotroph strain was constructed by deleting major reactions involved in NADPH biosynthesis in E. coli’s central carbon metabolism with the exception of 6-phosphogluconate dehydrogenase. To validate this strain, two enzymes were tested in the presence of several carbon sources: a dihydrolipoamide dehydrogenase variant of E. coli harboring seven mutations and a formate dehydrogenase (FDH) from Mycobacterium vaccae N10 harboring four mutations were found to support NADPH biosynthesis and growth. The strain was subjected to adaptive laboratory evolution with the goal of testing its robustness under different carbon sources. Our evolution experiment resulted in the random mutagenesis of the malic enzyme (maeA), enabling it to produce NADPH. The additional deletion of maeA rendered a more robust second-generation biosensor strain for NADP+ reduction. We devised a structure-guided directed evolution approach to change cofactor specificity in Pseudomonas sp. 101 FDH. To this end, a library of >106 variants was tested using in vivo selection. Compared to the best engineered enzymes reported, our best variant carrying five mutations shows 5-fold higher catalytic efficiency and 13-fold higher specificity towards NADP+, as well as 2-fold higher affinity towards formate. In conclusion, we demonstrate the potential of in vivo selection and evolution-guided approaches to develop better NADPH biosensors and to engineer cofactor specificity by the simultaneous improvement of multiple parameters (kinetic efficiency with NADP+, specificity towards NADP+, and affinity towards formate), which is a major challenge in protein engineering due to the existence of tradeoffs and epistasis. N2 - NADPH ist ein essentieller Kofaktor, der biosynthetische Reaktionen in allen lebenden Organismen antreibt. Es ist ein Reduktionsmittel und damit Elektronenspender für anabole Reaktionen, die wichtige Zellkomponenten sowie viele Produkte in der Biotechnologie erzeugen. In der Tat ist das Engineering von Stoffwechselwegen in Mikroben für die Herstellung vieler Produkte oft durch die Verfügbarkeit von NADPH begrenzt. Eine gängige Strategie zur Lösung dieses Problems ist der Austausch der Kofaktor-Spezifität von NADH gegen NADPH in Enzymen von Stoffwechselwegen, da der erstgenannte Kofaktor reichlicher vorhanden ist als der letztere. Dieser Prozess ist jedoch zeitaufwendig und schwierig, da mehrere Parameter parallel entwickelt werden müssen. Daher ist das erste Ziel dieses Projekts die Etablierung eines effizienten metabolischen Biosensors zur Auswahl von Enzymen, die NADP+ reduzieren können. Ein auxotropher NADPH-Stamm wurde durch die Entfernung der wichtigsten Reaktionen, die an der NADPH-Biosynthese im zentralen Kohlenstoffmetabolismus von E. coli beteiligt sind, mit Ausnahme der 6-Phosphogluconat-Dehydrogenase, konstruiert. Um diesen Stamm zu validieren, wurden zwei Enzyme in Gegenwart mehrerer Kohlenstoffquellen getestet: eine Dihydrolipoamid-Dehydrogenase-Variante von E. coli mit sieben Mutationen und Formiat-Dehydrogenase (FDH) aus Mycobacterium vaccae N10 mit vier Mutationen wurden gefunden, die die NADPH-Biosynthese und das Wachstum unterstützen. Der Stamm wurde dann einer adaptiven Laborentwicklung unterzogen mit dem Ziel, seine Robustheit unter verschiedenen Kohlenstoffquellen zu testen. Unser Evolutionsexperiment führte zu einer zufälligen Mutagenese des Apfelsäure-Enzyms (maeA), die es ihm ermöglicht, NADPH zu produzieren. Die zusätzliche Entfernung von maeA machte einen robusteren Biosensor-Stamm der zweiten Generation für die NADP+-Reduktion möglich. Wir entwickelten einen strukturgesteuerten Evolutionsansatz zur Änderung der Kofaktorspezifität von Pseudomonas sp. 101 FDH. Zu diesem Zweck wurde eine Bibliothek von >106 Varianten mit Hilfe der in vivo-Selektion getestet. Im Vergleich zu den am besten entwickelten Enzymen über die berichtet wurde, zeigt unsere beste Variante mit fünf Mutationen eine 5-fach höhere katalytische Effizienz und eine 13-fach höhere Spezifität gegenüber NADP+ sowie eine 2-fach höhere Affinität gegenüber Formiat. Zusammenfassend zeigen wir das Potenzial der in vivo-Selektion und evolutionsgesteuerten Ansätze zur Entwicklung 14 besserer NADPH-Biosensoren und zur Entwicklung der Kofaktor-Spezifität durch die gleichzeitige Verbesserung mehrerer Parameter (kinetische Effizienz mit NADP+, Spezifität gegenüber NADP+ und Affinität zu Formiat), was aufgrund der Existenz von Zielkonflikten und Epistase eine große Herausforderung im Protein-Engineering darstellt. KW - formate dehydrogenases Y1 - 2020 ER - TY - THES A1 - Gonzalez de la Cruz, Jorge T1 - Metabolic engineering of Saccharomyces cerevisiae for formatotrophic growth Y1 - 2019 ER - TY - THES A1 - Hochrein, Lena T1 - Development of a new DNA-assembly method and its application for the establishment of a red light-sensing regulation system T1 - Entwicklung einer neuartigen DNS-Assemblierungsmethode und ihre Anwendung für die Etablierung eines Rotlicht-responsiven Regulierungssystems N2 - In der hier vorgelegten Doktorarbeit wurde eine Strategie zur schnellen, einfachen und zuverlässigen Assemblierung von DNS-Fragmenten, genannt AssemblX, entwickelt. Diese kann genutzt werden, um komplexe DNS-Konstrukte, wie beispielsweise komplette Biosynthesewege, aufzubauen. Dies dient der Produktion von technisch oder medizinisch relevanten Produkten in biotechnologisch nutzbaren Organismen. Die Vorteile der Klonierungsstrategie liegen in der Schnelligkeit der Klonierung, der Flexibilität bezüglich des Wirtsorganismus, sowie der hohen Effektivität, die durch gezielte Optimierung erreicht wurde. Die entwickelte Technik erlaubt die nahtlose Assemblierung von Genfragmenten und bietet eine Komplettlösung von der Software-gestützten Planung bis zur Fertigstellung von DNS-Konstrukten, welche die Größe von Mini-Chromosomen erreichen können. Mit Hilfe der oben beschriebenen AssemblX Strategie wurde eine optogenetische Plattform für die Bäckerhefe Saccharomyces cerevisiae etabliert. Diese besteht aus einem Rotlicht-sensitiven Photorezeptor und seinem interagierenden Partner aus Arabidopsis thaliana, welche in lichtabhängiger Weise miteinander agieren. Diese Interaktion wurde genutzt, um zwei Rotlicht-aktivierbare Proteine zu erstellen: Einen Transkriptionsfaktor, der nach Applikation eines Lichtpulses die Produktion eines frei wählbaren Proteins stimuliert, sowie eine Cre Rekombinase, die ebenfalls nach Bestrahlung mit einer bestimmten Wellenlänge die zufallsbasierte Reorganisation bestimmter DNS-Konstrukte ermöglicht. Zusammenfassend wurden damit drei Werkzeuge für die synthetische Biologie etabliert. Diese ermöglichen den Aufbau von komplexen Biosynthesewegen, deren Licht-abhängige Regulation, sowie die zufallsbasierte Rekombination zu Optimierungszwecken. N2 - With Saccharomyces cerevisiae being a commonly used host organism for synthetic biology and biotechnology approaches, the work presented here aims at the development of novel tools to improve and facilitate pathway engineering and heterologous protein production in yeast. Initially, the multi-part assembly strategy AssemblX was established, which allows the fast, user-friendly and highly efficient construction of up to 25 units, e.g. genes, into a single DNA construct. To speed up complex assembly projects, starting from sub-gene fragments and resulting in mini-chromosome sized constructs, AssemblX follows a level-based approach: Level 0 stands for the assembly of genes from multiple sub-gene fragments; Level 1 for the combination of up to five Level 0 units into one Level 1 module; Level 2 for linkages of up to five Level 1 modules into one Level 2 module. This way, all Level 0 and subsequently all Level 1 assemblies can be carried out simultaneously. Individually planned, overlap-based Level 0 assemblies enable scar-free and sequence-independent assemblies of transcriptional units, without limitations in fragment number, size or content. Level 1 and Level 2 assemblies, which are carried out via predefined, computationally optimized homology regions, follow a standardized, highly efficient and PCR-free scheme. AssemblX follows a virtually sequence-independent scheme with no need for time-consuming domestication of assembly parts. To minimize the risk of human error and to facilitate the planning of assembly projects, especially for individually designed Level 0 constructs, the whole AssemblX process is accompanied by a user-friendly webtool. This webtool provides the user with an easy-to-use operating surface and returns a bench-protocol including all cloning steps. The efficiency of the assembly process is further boosted through the implementation of different features, e.g. ccdB counter selection and marker switching/reconstitution. Due to the design of homology regions and vector backbones the user can flexibly choose between various overlap-based cloning methods, enabling cost-efficient assemblies which can be carried out either in E. coli or yeast. Protein production in yeast is additionally supported by a characterized library of 40 constitutive promoters, fully integrated into the AssemblX toolbox. This provides the user with a starting point for protein balancing and pathway engineering. Furthermore, the final assembly cassette can be subcloned into any vector, giving the user the flexibility to transfer the individual construct into any host organism different from yeast. As successful production of heterologous compounds generally requires a precise adjustment of protein levels or even manipulation of the host genome to e.g. inhibit unwanted feedback regulations, the optogenetic transcriptional regulation tool PhiReX was designed. In recent years, light induction was reported to enable easy, reversible, fast, non-toxic and nearly gratuitous regulation, thereby providing manifold advantages compared to conventional chemical inducers. The optogenetic interface established in this study is based on the photoreceptor PhyB and its interacting protein PIF3. Both proteins, derived from Arabidopsis thaliana, dimerize in a red/far-red light-responsive manner. This interaction depends on a chromophore, naturally not available in yeast. By fusing split proteins to both components of the optical dimerizer, active enzymes can be reconstituted in a light-dependent manner. For the construction of the red/far-red light sensing gene expression system PhiReX, a customizable synTALE-DNA binding domain was fused to PhyB, and a VP64 activation domain to PIF3. The synTALE-based transcription factor allows programmable targeting of any desired promoter region. The first, plasmid-based PhiReX version mediates chromophore- and light-dependent expression of the reporter gene, but required further optimization regarding its robustness, basal expression and maximum output. This was achieved by genome-integration of the optical regulator pair, by cloning the reporter cassette on a high-copy plasmid and by additional molecular modifications of the fusion proteins regarding their cellular localization. In combination, this results in a robust and efficient activation of cells over an incubation time of at least 48 h. Finally, to boost the potential of PhiReX for biotechnological applications, yeast was engineered to produce the chromophore. This overcomes the need to supply the expensive and photo-labile compound exogenously. The expression output mediated through PhiReX is comparable to the strong constitutive yeast TDH3 promoter and - in the experiments described here - clearly exceeds the commonly used galactose inducible GAL1 promoter. The fast-developing field of synthetic biology enables the construction of complete synthetic genomes. The upcoming Synthetic Yeast Sc2.0 Project is currently underway to redesign and synthesize the S. cerevisiae genome. As a prerequisite for the so-called “SCRaMbLE” system, all Sc2.0 chromosomes incorporate symmetrical target sites for Cre recombinase (loxPsym sites), enabling rearrangement of the yeast genome after induction of Cre with the toxic hormonal substance beta-estradiol. To overcome the safety concern linked to the use of beta-estradiol, a red light-inducible Cre recombinase, dubbed L-SCRaMbLE, was established in this study. L-SCRaMbLE was demonstrated to allow a time- and chromophore-dependent recombination with reliable off-states when applied to a plasmid containing four genes of the beta-carotene pathway, each flanked with loxPsym sites. When directly compared to the original induction system, L-SCRaMbLE generates a larger variety of recombination events and lower basal activity. In conclusion, L-SCRaMbLE provides a promising and powerful tool for genome rearrangement. The three tools developed in this study provide so far unmatched possibilities to tackle complex synthetic biology projects in yeast by addressing three different stages: fast and reliable biosynthetic pathway assembly; highly specific, orthogonal gene regulation; and tightly controlled synthetic evolution of loxPsym-containing DNA constructs. KW - synthetic biology KW - pathway engineering KW - DNA assembly KW - transcription factor KW - Cre recombinase KW - optogenetics KW - synthetische Biologie KW - Optimierung von Biosynthesewegen KW - DNS Assemblierung KW - Transkriptionsfaktor KW - Cre Rekombinase KW - Optogenetik Y1 - 2018 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:kobv:517-opus4-404441 ER -