TY - THES A1 - Petrich, Annett T1 - Quantitative fluorescence microscopy methods to investigate molecular interactions and dynamics in living cells T1 - Quantitative Fluoreszenzmikroskopiemethoden zur Untersuchung molekularer Interaktionen und Dynamik in lebenden Zellen N2 - Biomolecules such as proteins and lipids have vital roles in numerous cellular functions, including biomolecule transport, protein functions, cellular homeostasis and biomembrane integrity. Traditional biochemistry methods do not provide precise information about cellular biomolecule distribution and behavior under native environmental conditions since they are not transferable to live cell samples. Consequently, this can lead to inaccuracies in quantifying biomolecule interactions due to potential complexities arising from the heterogeneity of native biomembranes. To overcome these limitations, minimal invasive microscopic techniques, such as fluorescence fluctuation spectroscopy (FFS) in combination with fluorescence proteins (FPs) and fluorescence lipid analogs, have been developed. FFS techniques and membrane property sensors enable the quantification of various parameters, including concentration, dynamics, oligomerization, and interaction of biomolecules in live cell samples. In this work, several FFS approaches and membrane property sensors were implemented and employed to examine biological processes of diverse context. Multi-color scanning fluorescence fluctuation spectroscopy (sFCS) was used the examine protein oligomerization, protein-protein interactions (PPIs) and protein dynamics at the cellular plasma membrane (PM). Additionally, two-color number and brightness (N&B) analysis was extended with the cross-correlation analysis in order to quantify hetero-interactions of proteins in the PM with very slow motion, which would not accessible with sFCS due strong initial photobleaching. Furthermore, two semi-automatic analysis pipelines were designed: spectral Förster resonance energy transfer (FRET) analysis to study changes in membrane charge at the inner leaflet of the PM, and spectral generalized polarization (GP) imaging and spectral phasor analysis to monitor changes in membrane fluidity and order. An important parameter for studying PPIs is molecular brightness, which directly determines oligomerization and can be extracted from FFS data. However, FPs often display complex photophysical transitions, including dark states. Therefore, it is crucial to characterize FPs for their dark-states to ensure reliable oligomerization measurements. In this study, N&B and sFCS analysis were applied to determine photophysical properties of novel green FPs under different conditions (i.e., excitation power and pH) in living cells. The results showed that the new FPs, mGreenLantern (mGL) and Gamillus, exhibited the highest molecular brightness at the cost of lower photostability. The well-established monomeric enhanced green fluorescent protein (mEGFP) remained the best option to investigate PPIs at lower pH, while mGL was best suited for neutral pH, and Gamillus for high pH. These findings provide guidance for selecting an appropriate FP to quantify PPIs via FFS under different environmental conditions. Next, several biophysical fluorescence microscopy approaches (i.e., sFCS, GP imaging, membrane charge FRET) were employed to monitor changes in lipid-lipid-packing in biomembranes in different biological context. Lipid metabolism in cancer cells is known to support rapid proliferation and metastasis. Therefore, targeting lipid synthesis or membrane integrity holds immense promise as an anticancer strategy. However, the mechanism of action of the novel agent erufosine (EPC3) on membrane stability is not fully under stood. The present work revealed that EPC3 reduces lipid packing and composition as well as increased membrane fluidity and dynamic, hence, modifies lipid-lipid-interaction. These effects on membrane integrity were likely triggered by modulations in lipid metabolism and membrane organization. In the case of influenza A virus (IAV) infection, regulation of lipid metabolism is crucial for multiple steps in IAV replication and is related to the pathogenicity of IAV. Here, it is shown for the first time that IAV infection triggers a local enrichment of negatively charged lipids at the inner leaflet of the PM, which decreases membrane fluidity and dynamic, as well as increases lipid packing at the assembly site in living cells. This suggests that IAV alters lipid-lipid interactions and organization at the PM. Overall, this work highlights the potential of biophysical techniques as a screening platform for studying membrane properties in living cells at the single-cell level. Finally, this study addressed remaining questions about the early stage of IAV assembly. The recruitment of matrix protein 1 (M1) and its interaction with other viral surface proteins, hemagglutinin (HA), neuraminidase (NA), and matrix protein 2 (M2), has been a subject of debate due to conflicting results. In this study, different FFS approaches were performed in transfected cells to investigate interactions between IAV proteins themselves and host factors at the PM. FFS measurements revealed that M2 interacts strongly with M1, leading to the translocation of M1 to the PM. This interaction likely took place along the non-canonical pathway, as evidenced by the detection of an interaction between M2 and the host factor LC3-II, leading to the recruitment of LC3-II to the PM. Moreover, weaker interaction was observed between HA and membrane-bound M1, and no interaction between NA and M1. Interestingly, higher oligomeric states of M1 were only detectable in infected cells. These results indicate that M2 initiates virion assembly by recruiting M1 to the PM, which may serve as a platform for further interactions with viral proteins and host factors. N2 - Biomoleküle wie Proteine und Lipide spielen eine wichtige Rolle bei zahlreichen Zellfunktionen, darunter Biomolekültransport, Proteinfunktionen, zelluläre Homöostase und Biomembranintegrität. Traditionelle biochemische Methoden liefern keine Informationen über die Verteilung und das Verhalten zellulärer Biomolekülen unter natürlichen Bedingungen, da sie nicht auf lebende Zellproben übertragbar sind. Folglich kann dies zu Ungenauigkeiten bei der Quantifizierung von Biomolekülinteraktionen führen und potenzielle Komplexitäten der Heterogenität nativer Biomembranen übersehen. Um diese Einschränkungen zu überwinden, wurden minimalinvasive mikroskopische Techniken wie die Fluoreszenzfluktuationsspektroskopie (FFS) in Kombination mit Fluoreszenzproteinen (FPs) und Fluoreszenzlipidanaloga entwickelt. FFS-Techniken und Membraneigenschaftssensoren ermöglichen die Quantifizierung verschiedener Parameter, einschließlich Konzentration, Dynamik, Oligomerisierung und Wechselwirkung von Biomolekülen in lebenden Zellproben. In dieser Arbeit wurden mehrere FFS-Ansätze und Sensoren für Membraneigenschaften implementiert und eingesetzt, um biologische Prozesse in verschiedenen Zusammenhängen zu untersuchen. Die Mehrfarben-Scanning-Fluoreszenzfluktuationsspektroskopie (sFCS) wurde zur Untersuchung von Protein-Oligomerisierung, Protein-Protein-Wechselwirkungen (PPIs) und Proteindynamik an der zellulären Plasmamembran (PM) eingesetzt. Zusätzlich wurde die Zweifarben-Analyse von Anzahl und Helligkeit (N&B) mit der Kreuzkorrelationsanalyse erweitert, um Hetero-Interaktionen von Proteinen in der PM mit sehr langsamer Dynamik zu quantifizieren, die mit sFCS aufgrund starker anfänglicher Bleiche der Fluorophore nicht zugänglich wären. Darüber hinaus wurden zwei halbautomatische Analysepipelines entwickelt: die spektrale Förster-Resonanz-Energie-Transfer (FRET)-Analyse zur Untersuchung von Änderungen der Membranladung auf der Innenseite der PM und die spektrale generalisierte Polarisation (GP)-Bildgebung sowie die spektrale Phasor-Analyse zur Überwachung von Änderungen der Membranfluidität und -ordnung. Ein wichtiger Parameter zur Untersuchung von PPIs ist die molekulare Helligkeit, die die Oligomerisierung direkt bestimmt und aus FFS daten extrahiert werden kann. Allerdings weisen FPs häufig komplexe photophysikalische Übergänge auf, einschließlich nichtfluoreszierender Zustände. Daher ist es von entscheidender Bedeutung, FPs hinsichtlich ihrer dunklen Zustände zu charakterisieren, um zuverlässige Oligomerisierungsmessungen sicherzustellen. In dieser Studie wurden N&B- und sFCS-Analysen angewendet, um die photophysikalischen Eigenschaften neuartiger grüner FPs unter verschiedenen Bedingungen (d. h. Anregungsleistung und pH-Wert) in lebenden Zellen zu bestimmen. Die Ergebnisse zeigten, dass die neuen FPs mGreenLantern (mGL) und Gamillus die höchste molekulare Helligkeit aufwiesen, allerdings auf Kosten einer geringeren Photostabilität. Das etablierte mEGFP blieb die beste Option, um PPIs bei niedrigerem pH-Wert zu untersuchen, während mGL am besten für neutralen pH-Wert und Gamillus für hohen pH-Wert geeignet war. Diese Ergebnisse bieten Orientierung für die Auswahl eines geeigneten FP zur Quantifizierung von PPIs über FFS unter verschiedenen Umgebungsbedingungen. Als nächstes wurden mehrere biophysikalische Fluoreszenzmikroskopie-Ansätze (z. B. sFCS, GP-Bildgebung, Membranladung-FRET) eingesetzt, um Veränderungen in der Lipid-Lipid-Packung in Biomembranen in verschiedenen biologischen Kontexten zu überwachen. Es ist bekannt, dass der Lipidstoffwechsel in Krebszellen die schnelle Vermehrung und Metastasierung fördert. Daher ist die gezielte Beeinflussung der Lipidsynthese oder der Membranintegrität eine vielversprechende Strategie zur Krebsbekämpfung. Der Wirkungsmechanismus des neuartigen Wirkstoffs Erufosin (EPC3) auf die Membranstabilität ist nicht vollständig geklärt. Die vorliegende Arbeit ergab, dass EPC3 die Lipidpackung und -zusammensetzung reduziert sowie die Fluidität und Dynamik der Membran erhöht und somit die Lipid-Lipid-Wechselwirkung verändert. Diese Auswirkungen auf die Membranintegrität wurden wahrscheinlich durch Modulationen des Lipidstoffwechsels und der Membranorganisation ausgelöst. Im Falle einer Infektion mit dem Influenza-A-Virus (IAV) ist die Regulierung des Lipidstoffwechsels für mehrere Schritte der IAV-Replikation von entscheidender Bedeutung und hängt mit der Pathogenität von IAV zusammen. Hier wird zum ersten Mal gezeigt, dass eine IAV-Infektion eine lokale Anreicherung negativ geladener Lipide an der Innenseite der PM auslöst, die Fluidität und Dynamik der Membran verringert und die Lipidpackung an der Assemblierungsstelle in lebenden Zellen erhöht. Dies legt nahe, dass IAV die Lipid-Lipid-Wechselwirkungen und die Organisation am PM verändert. Insgesamt unterstreicht diese Arbeit das Potenzial biophysikalischer Techniken als Screening-Plattform zur Untersuchung von Membraneigenschaften in lebenden Zellen auf Einzelzellebene. Abschließend ging diese Studie auf verbleibende Fragen zur frühen Phase der IAV-Assemblierung ein. Die Rekrutierung von Matrixprotein 1 (M1) und seine Wechselwirkung mit anderen viralen Oberflächenproteinen, Hämagglutinin (HA), Neuraminidase (NA) und Matrixprotein 2 (M2), war aufgrund widersprüchlicher Ergebnisse Gegenstand von Debatten. In dieser Studie wurden verschiedene FFS-Ansätze in transfizierten Zellen durchgeführt, um Wechselwirkungen zwischen IAV-Proteinen untereinander und Wirtsfaktoren an der PM zu untersuchen. FFS-Messungen ergaben, dass M2 stark mit M1 interagiert, was zur Translokation von M1 zur PM führt. Diese Interaktion fand wahrscheinlich entlang des nichtkanonischen Weges statt, was durch den Nachweis einer Interaktion zwischen M2 und dem Wirtsfaktor LC3-II belegt wurde, die zur Rekrutierung von LC3-II zur PM führte. Darüber hinaus wurde eine schwächere Wechselwirkung zwischen HA und membrangebundenem M1 beobachtet und keine Wechselwirkung zwischen NA und M1. Interessanterweise waren höhere oligomere Zustände von M1 nur in infizierten Zellen nachweisbar. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass M2 den Zusammenbau von Virionen initiiert, indem es M1 zur PM rekrutiert, welches als Plattform für weitere Interaktionen mit viralen Proteinen und Wirtsfaktoren dienen könnte. KW - influenza A virus KW - virus-host interaction KW - cancer KW - biomolecule interactions KW - membrane fluidity KW - fluorescence fluctuation spectroscopy KW - fluorescent proteins KW - biosensors KW - Biomolekülinteraktionen KW - Biosensoren KW - Krebs KW - Fluoreszenzfluktuationsspektroskopie KW - fluoreszierende Proteine KW - Influenza A Virus KW - Membranfluidität KW - Virus-Wirt-Interaktion Y1 - 2023 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:kobv:517-opus4-611800 ER - TY - THES A1 - Dunsing, Valentin T1 - Fluorescence fluctuation spectroscopy techniques to quantify molecular interactions and dynamics in complex biological systems N2 - Living cells rely on transport and interaction of biomolecules to perform their diverse functions. A powerful toolbox to study these highly dynamic processes in the native environment is provided by fluorescence fluctuation spectroscopy (FFS) techniques. In more detail, FFS takes advantage of the inherent dynamics present in biological systems, such as diffusion, to infer molecular parameters from fluctuations of the signal emitted by an ensemble of fluorescently tagged molecules. In particular, two parameters are accessible: the concentration of molecules and their transit times through the observation volume. In addition, molecular interactions can be measured by analyzing the average signal emitted per molecule - the molecular brightness - and the cross-correlation of signals detected from differently tagged species. In the present work, several FFS techniques were implemented and applied in different biological contexts. In particular, scanning fluorescence correlation spectroscopy (sFCS) was performed to measure protein dynamics and interactions at the plasma membrane (PM) of cells, and number and brightness (N&B) analysis to spatially map molecular aggregation. To account for technical limitations and sample related artifacts, e.g. detector noise, photobleaching, or background signal, several correction schemes were explored. In addition, sFCS was combined with spectral detection and higher moment analysis of the photon count distribution to resolve multiple species at the PM. Using scanning fluorescence cross-correlation spectroscopy and cross-correlation N&B, the interactions of amyloid precursor-like protein 1 (APLP1), a synaptic membrane protein, were investigated. It is shown for the first time directly in living cells, that APLP1 undergoes specific interactions at cell-cell contacts. It is further demonstrated that zinc ions induce formation of large APLP1 clusters that enrich at contact sites and bind to clusters on the opposing cell. Altogether, these results provide direct evidence that APLP1 is a zinc ion dependent neuronal adhesion protein. In the context of APLP1, discrepancies of oligomeric state estimates were observed, which were attributed to non-fluorescent states of the chosen red fluorescent protein (FP) tag mCardinal (mCard). Therefore, multiple FPs and their performance in FFS based measurements of protein interactions were systematically evaluated. The study revealed superior properties of monomeric enhanced green fluorescent protein (mEGFP) and mCherry2. Furthermore, a simple correction scheme allowed unbiased in situ measurements of protein oligomerization by quantifying non-fluorescent state fractions of FP tags. The procedure was experimentally confirmed for biologically relevant protein complexes consisting of up to 12 monomers. In the last part of this work, fluorescence correlation spectroscopy (FCS) and single particle tracking (SPT) were used to characterize diffusive transport dynamics in a bacterial biofilm model. Biofilms are surface adherent bacterial communities, whose structural organization is provided by extracellular polymeric substances (EPS) that form a viscous polymer hydrogel. The presented study revealed a probe size and polymer concentration dependent (anomalous) diffusion hindrance in a reconstituted EPS matrix system caused by polymer chain entanglement at physiological concentrations. This result indicates a meshwork-like organization of the biofilm matrix that allows free diffusion of small particles, but strongly hinders diffusion of larger particles such as bacteriophages. Finally, it is shown that depolymerization of the matrix by phage derived enzymes rapidly facilitated free diffusion. In the context of phage infections, such enzymes may provide a key to evade trapping in the biofilm matrix and promote efficient infection of bacteria. In combination with phage application, matrix depolymerizing enzymes may open up novel antimicrobial strategies against multiresistant bacterial strains, as a promising, more specific alternative to conventional antibiotics. N2 - Die Funktion lebender Zellen basiert auf Transport und Interaktion von Biomolekülen. Zur genauen Untersuchung dieser dynamischen Prozesse in lebenden Zellen eignen sich Fluoreszenzfluktuationsspektroskopieverfahren (FFS). Diese nutzen durch Diffusion oder andere Prozesse auftretende Fluktuationen, um Größen auf molekularer Skala durch statistische Analyse des Signals fluoreszenzmarkierter Moleküle zu ermitteln. Insbesondere können die Konzentration der Moleküle und ihre mittlere Verweildauer im Beobachtungsvolumen quantifiziert werden. Außerdem lassen sich molekulare Interaktionen anhand des mittleren Signals pro Molekül, der sogenannten molekularen Helligkeit, und der Kreuzkorrelation der Signale verschieden markierter Moleküle untersuchen. In der vorliegenden Arbeit wurden verschiedene FFS Methoden etabliert und zur Erforschung biologischer Prozesse genutzt. Um Dynamiken und Bindungsvorgänge an der Zellmembran zu untersuchen, wurde Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie (FCS) unter Nutzung eines linearen Scanwegs (sFCS) verwendet. Außerdem wurde die Oligomerisierung von Proteinen mittels Number&Brightness (N&B) Analyse räumlich aufgelöst. Verschiedene Korrekturverfahren wurden validiert und angewandt, um die erhobenen Daten von Störquellen wie Bleichen der Fluorophore oder Hintergrundsignalen zu bereinigen sowie instrumentelle Größen wie Detektionsrauschen zu kalibrieren. Darüber hinaus konnten durch spektral aufgelöste Aufnahme des Fluoreszenzsignals sowie Analyse höherer statistischer Momente mehrere Molekülpopulationen gleichzeitig detektiert werden. Mittels Zweifarben-sFCS und -N&B wurde anschließend das Amyloidvorläuferprotein APLP1 untersucht, welches an Synapsen, den Kontaktstellen von Neuronen, lokalisiert. Mit dem verwendeten Ansatz konnte zum ersten Mal direkt in lebenden Zellen nachgewiesen werden, dass APLP1 spezifische Bindungen an Zellkontaktstellen eingeht. Des Weiteren konnte gezeigt werden, dass Zinkionen eine Anreicherung und verstärkte Interaktion von APLP1 induzieren. Diese Beobachtungen unterstützen die Hypothese, dass APLP1 die Adhäsion benachbarter Zellen vermittelt und diese Funktion konzentrationsabhängig durch Zinkionen reguliert wird. Zur Untersuchung von APLP1 wurde es genetisch mit Fluoreszenzproteinen wie dem rot fluoreszierenden Protein mCardinal fusioniert. Bei der Bestimmung des Oligomerisierungszustands von APLP1 ergaben sich unter Verwendung verschiedener Fluorophore unterschiedliche Ergebnisse. Diese deuteten darauf hin, dass ein Teil der mCardinal Proteine nicht fluoreszierte. Um zu einem tieferen Verständnis dieses Phänomens und dessen Einfluss auf Interaktionsmessungen zu gelangen, wurden häufig verwendete Fluoreszenzproteine systematisch evaluiert. Auf diese Weise konnten zwei Proteine identifiziert werden, grün fluoreszierendes mEGFP und rot fluoreszierendes mCherry2, die den geringsten Anteil an nicht fluoreszierenden Zuständen aufweisen und sich deshalb am besten für Interaktionsmessungen eignen. Mittels eines einfachen Korrekturschemas basierend auf der experimentellen Bestimmung des nicht fluoreszierenden Anteils konnten genaue Messungen des Oligomerisierungszustandes von Proteinen in lebenden Zellen vorgenommen werden, was für biologisch relevante Proteine mit bis zu 12 Untereinheiten erfolgreich gezeigt werden konnte. Im letzten Teil der Arbeit wurden Diffusionsvorgänge in bakteriellen Biofilmen untersucht. Biofilme werden von Bakterienkolonien gebildet, die auf Oberflächen wachsen und beispielsweise zur Verbreitung multiresistenter Keime in Krankenhäusern beitragen. Bei der Bildung von Biofilmen spielen Polymere, die von Bakterien produziert werden, eine entscheidende Rolle. Diese füllen die Zwischenräume im Biofilm mit einer Art Gel, der sogenannten Biofilmmatrix. Anhand von FCS und Einzelpartikelverfolgung konnte gezeigt werden, dass Diffusion von Partikeln in einem rekonstituierten Gel stark von deren Größe sowie der Konzentration der Polymere abhängt. Das untersuchte System bestand hierbei aus langkettigen Zuckermolekülen, die von Biofilmen aufgereinigt wurden und als Modellsystem für die Biofilmmatrix dienten. Im physiologischen Konzentrationsbereich bildete sich ein Polymernetzwerk aus, durch das sich kleine Teilchen frei bewegen konnten, größere Partikel wie z.B. Bakteriophagen jedoch stark verlangsamt wurden. Dies lässt vermuten, dass die Biofilmmatrix die Funktion eines größenabhängigen Filters aufweist. Zersetzung der Polymere mittels Enzymen, die natürlich in Bakteriophagen vorkommen, führte zu freier Diffusion auch größerer Partikel. Die gewonnen Ergebnisse deuten darauf hin, dass solche Enzyme für Phagen eine Schlüsselfunktion besitzen, um Biofilme besser durchdringen und somit Bakterien effizienter infizieren zu können. In Kombination mit Bakteriophagen könnten (zielgerichtet optimierte) Enzyme dieser Art eine vielversprechende, spezifischere Alternative zu konventionellen Antibiotika bei der Bekämpfung multiresistenter Keime darstellen. T2 - Fluoreszenzfluktuationsspektroskopieverfahren zur Bestimmung molekularer Interaktionen und Dynamiken in komplexen biologischen Systemen KW - Fluorescence fluctuation spectroscopy KW - Fluoreszenzfluktuationsspektroskopie KW - Cell-cell adhesion KW - Zell-zell Adhäsion KW - fluorescent proteins KW - Fluoreszenzproteine KW - biofilms KW - Biofilme Y1 - 2020 U6 - http://nbn-resolving.de/urn/resolver.pl?urn:nbn:de:kobv:517-opus4-478494 ER -